引子合成製造過程中並不加入無機鹽類如鈉 (sodium)、鎂 (magnesium)；純化引子所使用 desalting 一詞意指去除合成過程以及合成後處理時所產生小分子的不純物。

所有標準引子合成在完成時，其 3' 及 5' 端均帶氫氧基（hydroxyl group），若您的實驗上有需要在 5' 或 3' 進行磷酸化作用（phosphorlyation）請在您的訂單上註明或與我們聯絡。　

根據合成標準作業程序，我們可以確保自動化合成時輸入的序列符合您訂單的序列。合成完成後，並以 PAGE 來檢驗 oligo 的長度。品管使用的 PAGE（Polyacrylamide Gel Electrophoresis），為含有 7M Urea 的 denaturing gel，所以在進行電泳分析時，引子 self-dimer 或 hairpin 等二級結構會被解開為線性狀態。引子在電泳膠片上泳動位置與標準品做相對位置比較後，可以約略的比較出其分子大小；但是特殊少數的引子序列，例如（GC）content 太高，或著引子 ΔG 值太高…等因素，而造成 7M Urea PAGE 亦無法抑制 oligo 的各種二級結構的形成，因此會影響其在 PAGE 上的位置。如果您仍對拿到的 oligo 序列有疑問，敬請您來電反應，我們將盡力為您排難解疑。

引子製備品所呈現的白色粉末狀或無色透明狀均為正常的型態。當引子量高時，製品有時會呈現淡黃色。建議您在使用前先做短暫離心的動作，將引子完全收集在離心管的底部，再進行回溶的步驟。

分生實驗室中常用來評估純化後樣品 DNA 純度的工具－A260/280 比值，在合成的短鏈引子並不適用。
鹼基的 A260/280 比值會因為序列組成/排列方式而不同，以下單一鹼基引子(連續 20 個相同鹼基) 的 A260/280 分別為 dA(20)=2.5, dG(20)=1.85, dC(20)=1.15, and dT(20)=1.4。自然界存在的 DNA 片段各鹼基組成比例趨近平均值，因此純的 DNA 比值約為 1.8。然而短片段的合成引子，序列組成中若 C, T 偏多，測出的 A260/A80 便會偏低。
舉例而言，長度 20 個鹼基的引子，若序列組成如下， A=1, G=2, C=11, T=8, 得到的比值將趨近 1.5。
除了序列組成外，相鄰鹼基的共振效應亦會影響吸光值，因此相同鹼基比例但排列順序不同的引子 A260/280 比值也略有不同。
因此我們不建議以 A260/280 比值判斷引子純度。合成引子都為有機化學反應，完全不可能有蛋白質殘留。若您對產品品質有疑慮，歡迎您來電跟我們反應。詳細資料請參閱以下參考資訊： Glasel, J.A. (1994);Validity of nucleic acid purities monitored by 260nm/280nm absorbance ratios. BioTechniques. 18(1): p. 62-63

隨貨附上之產品說明書上有一欄位為 uL/100 uM，上面的數字即為將製備品回溶到100 uM所需要加入的體積 (ul)。建議您使用pH＞7.0的滅菌純水或TE buffer來做回溶，在65 ℃ 加熱 30 分鐘，以利 DNA Oligo完全溶解。

乾燥狀的製備品可在常溫(25℃)保存數個月，但仍建議您放置於-20℃保存，可保存兩年以上。一旦回溶後，引子易被核酸水解酶分解；假使操作正確不被污染（nuclease free），水溶液中的引子置於 -20℃ 仍可保存半年以上。一般而言，引子要避免放在 pH3 環境下 (易造成 depurination/cleavage)；而 RNA oligos 要避免高 pH 值 (鹼性會造成水解)。 回溶後的引子產品，建議您短期保存要在 4℃；若長期保存可放置於-20℃。但應該盡量避免引子反覆解凍再冷凍。建議將乾燥引子產品溶於無菌去離子水或 TE buffer (10 mM Tris pH 8.0, 1 mM EDTA)，並使其體積莫爾濃度為 100 uM 做為 stock solution；我們建議您將引子回溶後分管儲存於 -20℃、分批使用以避免污染。

＊螢光標記的引子製品對光及高溫敏感，請立刻放於 -20℃ 避光保存。

OD 數與重量的關係式 1 OD = ~ 33 ug;
莫爾數與 OD 數的關係式
1 OD = ~ 5 nmole (適用於 20 mer 左右的短鏈引子)
nmole= OD ÷ E260 × 106 (精確的換算公式)
(其中 E260 是根據每一條 Oligo DNA 的序列計算出來獨特的吸光係數)
重量與莫爾數的關係式 weight (ug) = nmole × M.W.÷1000

百力計算 Tm 值的公式如下： If Size ≦14 Tm = (NA + NT) ×2 + (NC + NG) × 4 If Size >14　Tm = 64.9 + 41 ×(NC + NG - 16.4) ÷(NA + NC + NT + NG) Note: N( G, A, T, C) 表示序列中 G, A, T, C 各鹼基的數目 以不同公式計算出來的 Tm 值略有不同，至於實際上機時最佳的 annealing temperature 則受到反應液中離子濃度以及模板複雜度影響，我們建議您的起始 PCR annealing temperature 設為 datasheet 上標示的 Tm 値加 2~5 ℃，如果您的 PCR 結果有問題，請與我們的技術部門連絡。

M=(A/C) ， W=(A/T) ， R=(A/G) ， Y=(C/T) ， K=(G/T) ， S=(G/C) ， H=(A/T/C) V=(G/A/C) ， D=(G/A/T) ， B=(G/T/C) ，N=(A/G/C/T)

關於 PCR 失敗的問題，我們建議您首先排除下列可能性：primer 設計錯誤、DNA 模板的品質不佳、PCR 使用的酵素失去活性等。至於 primer 在反應時需要的濃度因不同酵素及模板系統而有不同需求，原則上 primer 的濃度請以 0.5 uM (最終濃度) 做為初始條件，加入過量的 primer不但不會增加反應物，還有可能導致非專一性訊號出現。如果您仍對於 PCR 結果有所疑問，百力的技術客服部門將提供 primer 品質再分析或者 PCR 條件測試相關服務。

PCR cloning 後定序發現序列錯誤的因素可能出現在以下幾個步驟：
(1) PCR 反應時酵素若沒有 proof-reading 功能，可能會複製出錯誤的鹼基。
(2) 載體所帶的外來 DNA 或表現的蛋白質可能會對宿主產生毒害，導致發生突變的菌株被篩選出來。
(3) 我們使用的 DNA 合成化學為 beta-cyanoethyl phosphoramidite，合成反應由 3’-端到 5’-端依序加上一個鹼基，百力公司本著服務使用者，讓研究人員能順利進行實驗的精神，嚴格控制合成效率在 99% 以上。即使如此，每加一個鹼基，完整全長的比例會依序列大小增加而降低；以 50 mer 為例，完全沒有經過純化的合成產物，其完整全長的比例僅為 61% (0.99的 49 次方)，因此我們建議您訂購超過較長的 DNA Oligo時，最少要求作 OPC 純化 (>50 mer)。為了節省您寶貴的時間及試劑，我們建議您至少篩選 2 個以上的菌株並且訂製高純度的 DNA Oligo (HPLC or PAGE purification)，應用於您的 cloning 實驗。